ΧΕΙΡΟΥΡΓΙΚΟ ΤΡΑΥΜΑ ΚΑΙ ΣΙΤΕΥΤΙΚΑ ΚΥΤΤΑΡΑ ΤΟΥ ΔΕΡΜΑΤΟΣ
Περίληψη
Σκοπός: Στη μελέτη αυτή διερευνώνται οι πιθανές μεταβολές των σιτευτικών κυττάρων του δέρματος, ως προς τον ολικό αριθμό και ως προς το ποσοστό της εκκριτικότητάς τους, μετά από την πρόκληση άσηπτης χειρουργικής τομής.
Υλικό και μέθοδος: Εβδομήντα (70) πειραματόζωα Balb/c albino mice διαχωρίσθηκαν σε 10 ομάδες. Μετά από γενική αναισθησία με αιθέρα, πραγματοποιήθηκε χειρουργική τομή στο δέρμα της ράχης. Από τη θέση αυτή, καθώς και από περιοχή άθικτου δέρματος, ελήφθησαν δείγματα αντίστοιχα προς τις μετεγχειρητικές ώρες 0, 1/2, 1, 2, 4, 8, 16, 24, 48 και 72. Ακολούθησε μονιμοποίηση των δειγμάτων, χρώση με κυανούν της τολουϊδίνης, και καταμέτρηση των σιτευτικών κυττάρων. Καταμετρήθηκε: α) το σύνολο των σιτευτικών κυττάρων και β) το κλάσμα των σιτευτικών κυττάρων που παρουσίαζε απελευθέρωση των εκκριτικών τους κοκκίων.
Αποτελέσματα: Λίγο μετά τη χειρουργική τομή και, για διάστημα 16 ωρών, τα σιτευτικά κύτταρα του δέρματος εμφανίζουν προοδευτική μείωση του αριθμού τους, αλλά, στη συνέχεια, ο αριθμός των σιτευτικών κυττάρων ανακάμπτει, εγγίζοντας σχεδόν φυσιολογικά επίπεδα στο τέλος του πειράματος (72η ώρα). Το κλάσμα των σιτευτικών κυττάρων με απελευθέρωση εκκριτικών κοκκίων εμφανίζει αντίθετη τάση· αρχικά (ώρες 0 έως 16), παρουσιάζει προοδευτική αύξηση του αριθμού τους και στη συνέχεια, έως και την 72η ώρα, δείχνει μείωση επανερχόμενο στις φυσιολογικές τιμές. Την ίδια περίοδο, ο ολικός αριθμός των σιτευτικών κυττάρων και το κλάσμα των σιτευτικών κυττάρων σε εκκριτική λειτουργία παραμένει αναλλοίωτος στα δείγματα άθικτου δέρματος που χρησιμοποιήθηκαν ως μάρτυρες.
Συμπέρασμα: Η μείωση του ολικού αριθμού των σιτευτικών κυττάρων τις πρώτες ώρες μετά τη χειρουργική τομή (που συνδέεται με την απελευθέρωση μεσαζουσών ουσιών) και η ταυτόχρονη αύξηση του κλάσματος των σιτευτικών κυττάρων με απελευθέρωση των εκκριτικών τους κοκκίων, οφείλεται προφανώς στην ενεργό συμμετοχή των σιτευτικών κυττάρων στη διαδικασία της επούλωσης.
Αναφορές
Atkins FM, Metcalfe DD. Degradation of heparin matrix of mast cell granules by cultured fibroblasts. Journal of Immunology 1985; 131: 1420-1425.
Bienenstock J, Tomioka Μ, Matsuda Η, et al. The role of mast cells in inflammatory processes: evidence fοr nerve / mast cell interactions. International Archives of Allergy and Applied Immunology 1987; 82: 218-243.
Boyd JF, Smith ΑΝ. The effect of histamine and a histamine releasing agent (compound 48/80) on wound healing. Journal of Pathology and Bacteriology 1959; 78: 379.
Cross KS, El-Sanadiki ΜΝ, Murray JJ, et al. Mast cell infiltration: Α possible mechanism for νein graft vasospasm. Surgery 1988; 104: 171-177.
Denburg JA, Richardson Μ, Telizyn S, et al. Basophil / mast cell precursors in human peripheral blood. Blood 1983; 61: 775-780.
Engels W, Reiters PHCM, Daemen MJAP, et al. Transmural changes in mast cell density in rat heart after infarct induced in vivo. J Pathol 1995; 177: 423-429.
Foreman JC. Substance Ρ and calcitonin gene-related peptide: effects on mast cells and in human skin. International Archives of Allergy and Applied Immunology 1987; 82: 366-371.
Heard ΒΕ. Histochemical aspects of the staiming of mast cells with particular reference ro heterogeneity and quantification. Ιn: Kay ΑΒ, ed. Asthma. Clinical Pharmacology and Therapeutic Progress. Oxford: Blackwell Scientific Publications 1986: 286-294.
Jamur MC, Vugman Ι. Rat peritoneal mast cell regulation and acid phosphatase and trimetaphosphatase actiνity induced after stimulation by compound 48/80. Α fluorescence, ultrastrucτural and cytochemical study. Cellular and Molecular Biology 1988; 34: 231-237.
Johnson AR, Edros EG. Release of histamine from mast cells by vasoactive peptides. Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine 1973; 142: 1253-1256.
Kiernan JA. The involvement of mast cells in vasodilatation due to axon reflexes in injured skin. Quarterly Journal of Experimental Pathology 1972; 57: 311-317.
Matsuda Η, Kitamura Υ. Migration of stromal cells supporting mast cell differentiation into open wound produced in skin of mice. Experimental Haematology 1981; 9: 83.
Mecklenberg G, Czarnetzki ΒΜ. Ιn vitro and in vivo migratory response of connective tissue mast cells to inflammatory mediators. Agents and Actions 1986; 19: 344-345.
Persinger ΜΑ, Lapage Ρ, Simard JP, Barker JH. Mast cell number in incisional wounds in rat skin as a function of distance, time and treatment. British Journal of Dermatology 1983; 108: 179-187.
Selye Η. The Mast Cells. Washington DC: Butterworth 1965.
Trabucchi Ε, Radaelli Ε, Marazzi Ε, et al. The role of mast cells in wound healing. International Journal of Tissue Reactions 1988; 6: 367-372.
Wingren U, Enerback L. Mucosal mast cells of the rat intestine: a re-evaluation of fixation and staining properties, with special reference to protein blocking and solubility of the granular glycosaminoglycan. Histochem J 1983; 15: 571-582.
